Een neuronaal circuit voor het activeren van dalende modulatie van neuropathische pijn

Een neuronaal circuit voor het activeren van dalende modulatie van neuropathische pijn

september 22, 2019 0 Door admin

Translating…


CBD Olie kan helpen bij artrose. Lees hoe op MHBioShop.com


Huile de CBD peut aider avec l’arthrose. Visite HuileCBD.be


 

Abstract

Neuropathic pain can be a debilitating condition with both sensory and affective components, the underlying brain circuitry of which remains poorly understood. In the present study, a basolateral amygdala (BLA)–prefrontal cortex (PFC)–periaqueductal gray (PAG)–spinal cord pathway was identified that is critical for the development of mechanical and thermal hypersensitivity after peripheral nerve injury. It was shown that nerve injury strengthens synaptic input from the BLA onto inhibitory interneurons located in the prelimbic medial PFC, by virtue of reduced endocannabinoid modulation. These augmented synaptic connections mediate a feedforward inhibition of projections from the PFC to the ventrolateral PAG region and its downstream targets. Optogenetic approaches combined with in vivo pharmacology reveal that these BLA–PFC–PAG connections alter pain behaviors by reducing descending noradrenergic and serotoninergic modulation of spinal pain signals. Thus, a long-range brain circuit was identified that is crucial for pain processing and that can potentially be exploited toward targeting neuropathic pain.

Access optionsAccess options

Subscribe to Journal

Get full journal access for 1 year

75,02 €

only 6,25 € per issue

All prices include VAT for Netherlands.

Rent or Buy article

Get time limited or full article access on ReadCube.

from$8.99

All prices are NET prices.

Data availability

Data for analysis of in vivo calcium measurements will be made available upon reasonable request. The data that support the findings of this study are available from the corresponding author upon request.

Code availability

The code for analysis of in vivo calcium measurements will be made available upon reasonable request.

References

  1. 1.

    Lorenz, J., Minoshima, S. & Casey, K. L. Keeping pain out of mind: the role of the dorsolateral prefrontal cortex in pain modulation. Brain 126, 1079–1091 (2003).

  2. 2.

    Apkarian, A. V. et al. Chronic back pain is associated with decreased prefrontal and thalamic gray matter density. J. Neurosci. 24, 10410–10415 (2004).

  3. 3.

    Devoize, L., Alvarez, P., Monconduit, L. & Dallel, R. Representation of dynamic mechanical allodynia in the ventral medial prefrontal cortex of trigeminal neuropathic rats. Eur. J. Pain. 15, 676–682 (2011).

  4. 4.

    Seminowicz, D. A. & Moayedi, M. The dorsolateral prefrontal cortex in acute and chronic pain. J. Pain 18, 1027–1035 (2017).

  5. 5.

    Taylor, J. J., Borckardt, J. J. & George, M. S. Endogenous opioids mediate left dorsolateral prefrontal cortex rTMS-induced analgesia. Pain 153, 1219–1225 (2012).

  6. 6.

    Seamans, J. K., Lapish, C. C. & Durstewitz, D. Comparing the prefrontal cortex of rats and primates: insights from electrophysiology. Neurotox. Res. 14, 249–262 (2008).

  7. 7.

    Zhang, Z. et al. Role of prelimbic GABAergic circuits in sensory and emotional aspects of neuropathic. Pain Cell Rep. 12, 752–759 (2015).

  8. 8.

    Lee, M. et al. Activation of corticostriatal circuitry relieves chronic neuropathic pain. J. Neurosci. 35, 5247–5259 (2015).

  9. 9.

    Little, J. P. & Carter, A. G. Synaptic mechanisms underlying strong reciprocal connectivity between the medial prefrontal cortex and basolateral amygdala. J. Neurosci. 33, 15333–15342 (2013).

  10. 10.

    McGarry, L. M. & Carter, A. G. Prefrontal cortex drives distinct projection neurons in the basolateral amygdala. Cell Rep. 21, 1426–1433 (2017).

  11. 11.

    Cheriyan, J., Kaushik, M. K., Ferreira, A. N. & Sheets, P. L. Specific targeting of the basolateral amygdala to projectionally defined pyramidal neurons in prelimbic and infralimbic cortex. eNeuro 3, https://doi.org/10.1523/ENEURO.0002-16.2016 (2016).

  12. 12.

    Collins, D. P., Anastasiades, P. G., Marlin, J. J. & Carter, A. G. Reciprocal circuits linking the prefrontal cortex with dorsal and ventral thalamic nuclei. Neuron 98, 366–379 (2018).

  13. 13.

    Cheriyan, J. & Sheets, P. L. Altered excitability and local connectivity of mPFC-PAG neurons in a mouse model of neuropathic pain. J. Neurosci. 38, 4829–4839 (2018).

  14. 14.

    Woodhams, S. G., Chapman, V., Finn, D. P., Hohmann, A. G. & Neugebauer, V. The cannabinoid system and pain. Neuropharmacology 124, 105–120 (2017).

  15. 15.

    Fortin, D. A. & Levine, E. S. Differential effects of endocannabinoids on glutamatergic and GABAergic inputs to layer 5 pyramidal neurons. Cereb. Cortex 17, 163–174 (2007).

  16. 16.

    Caballero, A. & Tseng, K. Y. Association of cannabis use during adolescence, prefrontal CB1 receptor signaling, and schizophrenia. Front. Pharmacol. 3, 101 (2012).

  17. 17.

    Song, J. et al. Crucial role of feedback signals from prelimbic cortex to basolateral amygdala. Sci. Adv. 5, eaat3210 (2019).

  18. 18.

    Reynolds, D. V. Surgery in the rat during electrical analgesia induced by focal brain stimulation. Science 164, 444–445 (1969).

  19. 19.

    Basbaum, A. I. & Fields, H. L. Endogenous pain control systems: brainstem spinal pathways and endorphin circuitry. Annu. Rev. Neurosci. 7, 309–338 (1984).

  20. 20.

    Samineni, V. K. et al. Divergent modulation of nociception by glutamatergic and GABAergic neuronal subpopulations in the periaqueductal gray. eNeuro 4, https://doi.org/10.1523/ENEURO.0129-16.2017 (2017).

  21. 21.

    Hardy, S. G. & Leichnetz, G. R. Frontal cortical projections to the periaqueductal gray in the rat a retrograde and orthograde. Neurosci. Lett. 23, 13–17 (1981).

  22. 22.

    An, X., Bandler, R., Ongür, D. & Price, J. L. Prefrontal cortical projections to longitudinal columns in the midbrain periaqueductal gray in macaque monkeys. J. Comp. Neurol. 401, 455–479 (1998).

  23. 23.

    Ferreira, A. N., Yousuf, H., Dalton, S. & Sheets, P. L. Highly differentiated cellular and circuit properties of infralimbic pyramidal neurons projecting to the periaqueductal gray and amygdala. Front. Cell Neurosci. 9, 161 (2015).

  24. 24.

    Franklin, T. B. et al. Prefrontal cortical control of a brainstem social behavior circuit. Nat. Neurosci. 20, 260–270 (2017).

  25. 25.

    Rozeske, R. R. et al. Prefrontal-periaqueductal gray-projecting neurons mediate context fear discrimination. Neuron 97, 898–910 (2018). e896.

  26. 26.

    Kim, J. H. et al. Yin-and-yang bifurcation of opioidergic circuits for descending analgesia at the midbrain of the mouse. Proc. Natl Acad. Sci. USA 115, 11078–11083 (2018).

  27. 27.

    Ossipov, M. H., Dussor, G. O. & Porreca, F. Central modulation of pain. J. Clin. Invest. 120, 3779–3787 (2010).

  28. 28.

    Nam, H. & Kerman, I. A. Distribution of catecholaminergic presympathetic-premotor neurons in the rat lower brainstem. Neuroscience 324, 430–445 (2016).

  29. 29.

    Craig, A. D., Bushnell, M. C., Zhang, E. T. & Blomqvist, A. A thalamic nucleus specific for pain and temperature sensation.pdf. Nature 372, 770–773 (1994).

  30. 30.

    Johansen, J. P., Fields, H. L. & Manning, B. H. The affective component of pain in rodents: direct evidence for a contribution of the anterior cingulate cortex. Proc. Natl Acad. Sci. USA 98, 8077–8082 (2001).

  31. 31.

    Bliss, T. V., Collingridge, G. L., Kaang, B. K. & Zhuo, M. Synaptic plasticity in the anterior cingulate cortex in acute and chronic pain. Nat. Rev. Neurosci. 17, 485–496 (2016).

  32. 32.

    Ohara, P. T., Vit, J. P. & Jasmin, L. Cortical modulation of pain. Cell. Mol. Life Sci. 62, 44–52 (2005).

  33. 33.

    Barthas, F. et al. The anterior cingulate cortex is a critical hub for pain-induced depression. Biol. Psychiatry 77, 236–245 (2015).

  34. 34.

    Jahn, A., Nee, D. E., Alexander, W. H. & Brown, J. W. Distinct regions within medial prefrontal cortex process pain and cognition. J. Neurosci. 36, 12385–12392 (2016).

  35. 35.

    Weizman, L. et al. Cannabis analgesia in chronic neuropathic pain is associated with altered brain connectivity. Neurology 91, 1285–1294 (2018).

  36. 36.

    Chen, T. et al. Top-down descending facilitation of spinal sensory excitatory transmission from the anterior cingulate cortex. Nat. Commun. 9, 1886 (2018).

  37. 37.

    Liu, Y. et al. Touch and tactile neuropathic pain sensitivity are set by corticospinal projections. Nature 561, 547–550 (2018).

  38. 38.

    Ji, G. et al. Cognitive impairment in pain through amygdala-driven prefrontal cortical deactivation. J. Neurosci. 30, 5451–5464 (2010).

  39. 39.

    Roy, M. et al. Representation of aversive prediction errors in the human periaqueductal gray. Nat. Neurosci. 17, 1607–1612 (2014).

  40. 40.

    Tinnermann, A., Geuter, S., Sprenger, C., Finsterbusch, J. & Büchel, C. Interactions between PFC-PAG-spinal cord mediate value effects in nocebo hyperalgesia. Science 358, 105–108 (2017).

  41. 41.

    Penzo, M. A. et al. The paraventricular thalamus controls a central amygdala fear circuit. Nature 519, 455–459 (2015).

  42. 42.

    Allen, W. E. et al. Thirst-associated preoptic neurons encode an aversive motivational drive. Science 357, 1149–1155 (2017).

  43. 43.

    Beyeler, A. et al. Divergent routing of positive and negative information from the amygdala during memory retrieval. Neuron 90, 348–361 (2016).

  44. 44.

    Zhang, F. X., Gadotti, V. M., Souza, I. A., Chen, L. & Zamponi, G. W. BK potassium channels suppress Cavalpha2delta subunit function to reduce inflammatory and neuropathic pain. Cell Rep. 22, 1956–1964 (2018).

  45. 45.

    Brenner, D. S., Golden, J. P. & Gereau, R. W. A novel behavioral assay for measuring cold sensation in mice. PLoS One 7, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0039765.g001 (2012).

  46. 46.

    Sestakova, N., Puzserova, A., Kluknavsky, M. & Bernatova, I. Determination of motor activity and anxiety-related behaviour in rodents: methodological aspects and role of nitric oxide. Interdiscip. Toxicol. 6, 126–135 (2013).

  47. 47.

    Simone, K., Fuzesi, T., Rosenegger, D., Bains, J. & Murari, K. Open-source, cost-effective system for low-light in vivo fiber photometry. Neurophotonics 5, 025006 (2018).

  48. 48.

    Huang, J. et al. Targeting the D series resolvin receptor system for the treatment of osteoarthritis pain. Arthr. Rheumatol. 69, 996–1108 (2017).

Download references

Acknowledgements

This work was supported by a Foundation Grant to G.W.Z. from the Canadian Institutes of Health Research, and by the Canada–Israel Health Research Initiative, jointly funded by the Canadian Institutes of Health Research, the Israel Science Foundation, the International Development Research Centre and the Azrieli Foundation. G.W.Z. is a Canada Research Chair in Molecular Neuroscience. V.M.G. is supported through the Vi Riddell Program in Pediatric Pain of the Alberta Children’s Hospital Research Institute. S.H. is supported by a studentship from Alberta Innovates and a University of Calgary Eyes-High studentship. We thank T. Fuzesi and the Cumming School of Medicine Optogenetics facility for technical assistance with fiber photometry.

Author information

Author notes

  1. These authors contributed equally: Junting Huang, Vinicius M. Gadotti.

Affiliations

  1. Department of Physiology and Pharmacology, University of Calgary, Calgary, Canada

    • Junting Huang
    • , Vinicius M. Gadotti
    • , Lina Chen
    • , Ivana A. Souza
    • , Shuo Huang
    • , Decheng Wang
    • , Zizhen Zhang
    •  & Gerald W. Zamponi
  2. Alberta Children’s Hospital Research Institute, University of Calgary, Calgary, Canada

    • Junting Huang
    • , Vinicius M. Gadotti
    • , Lina Chen
    • , Ivana A. Souza
    • , Shuo Huang
    • , Decheng Wang
    • , Zizhen Zhang
    •  & Gerald W. Zamponi
  3. Hotchkiss Brain Institute, University of Calgary, Calgary, Canada

    • Junting Huang
    • , Vinicius M. Gadotti
    • , Lina Chen
    • , Ivana A. Souza
    • , Shuo Huang
    • , Decheng Wang
    • , Zizhen Zhang
    •  & Gerald W. Zamponi
  4. Cumming School of Medicine, University of Calgary, Calgary, Canada

    • Junting Huang
    • , Vinicius M. Gadotti
    • , Lina Chen
    • , Ivana A. Souza
    • , Shuo Huang
    • , Decheng Wang
    • , Zizhen Zhang
    •  & Gerald W. Zamponi
  5. Department of Psychiatry & Behavioral Sciences and Department of Bioengineering, Howard Hughes Medical Institute, Stanford University, Palo Alto, CA, USA

    • Charu Ramakrishnan
    •  & Karl Deisseroth

Authors

  1. Search for Junting Huang in:

  2. Search for Vinicius M. Gadotti in:

  3. Search for Lina Chen in:

  4. Search for Ivana A. Souza in:

  5. Search for Shuo Huang in:

  6. Search for Decheng Wang in:

  7. Search for Charu Ramakrishnan in:

  8. Search for Karl Deisseroth in:

  9. Search for Zizhen Zhang in:

  10. Search for Gerald W. Zamponi in:

Contributions

Z.Z., J.H. and G.W.Z. conceived the project. J.H., Z.Z. and V.M.G. designed and performed the experiments, analyzed the data, prepared the figures and contributed to the writing. L.C. performed the tissue extractions and immunostaining experiments. I.A.S. performed the western blotting. Z.Z., D.W. and S.H. performed the electrophysiology experiments. G.W.Z. directed and supervised the study and co-wrote the manuscript. C.R. and K.D. provided the reagents and discussion, and edited the manuscript.

Corresponding authors

Correspondence to Zizhen Zhang or Gerald W. Zamponi.

Ethics declarations

Competing interests

The authors declare no competing interests.

Additional information

Peer review information: Nature Neuroscience thanks C. Woolf and the other, anonymous, reviewer(s) for their contribution to the peer review of this work.

Publisher’s note: Springer Nature remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations.

Integrated supplementary information

Supplementary Figure 1 Analysis of nerve injury-induced changes within the endocannabinoid system in the prelimbic area of the mPFC.

a-d, Quantitative PCR analysis of the expression of enzymes involved in endocannabinoid metabolism in the prelimbic area of the mPFC. mRNA levels of NAPE-PLD (a), FAAH (b), MAGL (c) and DAGL (d) in the prelimbic contralateral mPFC at 2 weeks and 4 weeks after Sham and SNI surgery (p = 0.0235, t = 2.489 for 4 weeks in a and all other comparisons are p > 0.1). Data were normalized to β-actin mRNA levels and are presented as mean ± SEM. Two-tailed unpaired t-tests were used for (ad). Numbers in parentheses reflect numbers of mice for all panels. Asterisks denote significant differences. e, Uncropped Western blot corresponding to the data in main Fig. 1k.

Supplementary Figure 2 Expression and functional effects of Arch3.0 in the BLA.

a, b, Sample images showing eYFP expression in the BLA (a) and the prelimbic mPFC (b) after mice were injected with AAV-CaMKIIα-Arch3.0-eYFP in the BLA (n = 2 mice). The scale bars in (a) and (b) are 200 μm and 50 μm, respectively. c, Sample current-clamp trace showing that yellow light illumination inhibits electrical-evoked action potential firing in an Arch3.0-eYFP expressing BLA neuron (n = 4 cells). d, Sample voltage-clamp traces showing yellow light inhibition of electrical-evoked EPSCs in pyramidal cells of the prelimbic mPFC in mice that are injected with AAV-CaMKIIα-Arch3.0-eYFP or AAV-CaMKIIα-NpHR3.0-eYFP in the BLA. e, Mean eEPSC amplitudes for the experiments in (d) (p = 0.0187, t = 3.429 and p = 0.0004, t = 8.464 for Arch and NpHR, respectively). Note that 2-3 times the threshold stimulus intensity was used to induce eEPSCs and bicuculline (10 μM) was added to the bath solution to isolate direct monosynaptic glutamatergic inputs from the BLA to mPFC pyramidal neurons without incorporating effects of yellow light on GABAergic feedforward inhibition of pyramidal cell activity. Data are presented as mean ± SEM. A two-tailed paired t-test was used for e, where numbers in parentheses denote numbers of cells.

Supplementary Figure 3 Optogenetic manipulation of BLA inputs into the prelimbic mPFC in sham and SNI mice.

a, b, Mechanical paw withdrawal threshold (a) and thermal paw withdrawal latency (b) are not altered by blue light stimulation of BLA inputs into the prelimbic mPFC in Sham mice that were injected with AAV-CaMKIIα-ChR2-eYFP in the BLA (p = 0.8133, F = 0.3165 for a and p = 0.7105, F= 0.4654 for b). c, d, Mechanical paw withdrawal threshold (c) and thermal paw withdrawal latency (d) are unaltered by yellow light stimulation in Sham mice that were injected with AAV5-CaMKIIα-Arch3.0-eYFP in the BLA (p = 0.7606, F= 0.3925 for b and p = 0.5236, F = 0.7876, for d). e, f, g and h, Mechanical paw withdrawal threshold (e) and thermal paw withdrawal latency (f) of the ipsilateral hindpaw are increased following yellow light illumination of the BLA inputs into the mPFC in SNI mice (e, f) injected with AAV-CaMKIIα-NpHR3.0-eYFP in the BLA (p e, p = 0.0045, t = 3.306 for Ipsi vs Contra groups; p = 0.0231, t = 2.804 for Light off vs Light on for Ipsi groups in f) but not in Sham operated animals (g, h) (p = 0.4715, F = 0.8731 for g and p = 0.5509, F = 0.7214 for h). Data are presented as mean ± SEM. We used One-way analysis of variance (ANOVA) with Newman-Keuls comparisons test for (a-e and g -h ), een tweezijdige niet-gepaarde t -test (Contra vs Ipsi) en een gepaarde t -test (Licht uit versus Licht aan voor Ipsi-groepen ) voor f . Getallen tussen haakjes geven het aantal muizen voor alle panelen weer. Contra: Contralateraal. Ipsi: Ipsilateral. ns: niet significant.

Aanvullende figuur 4 Motoractiviteit in schijn- en SNI-muizen met geellichtstimulatie van BLA-ingangen in de mPFC.

Aantal middellijnovergangen in PEA-experimenten in schijn- en SNI-muizen, waaruit blijkt dat geellichtverlichting van de BLA-ingang in de mPFC veroorzaakt geen verandering in bewegingsactiviteit (p = 0,9185, F = 0,1642). Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± SEM en werden geanalyseerd door one-way variantieanalyse (ANOVA) met Newman-Keuls-vergelijkende test. Getallen tussen haakjes geven het aantal muizen weer. ns: niet significant.

Aanvullende figuur 5 Optogenetische modulatie van BLA-invoer wijzigt c-fos-expressie in de prelimbische mPFC.

a , C-fos-expressie en colocalisatie (pijlen) met parvalbumine (PV) in laag 5 van de prelimbische mPFC van SNI-muizen zonder (bovenste panelen) en met (onderste panelen) blauwlichtactivering van BLA-oorsprong ChR2-eYFP-expressieterminals in de mPFC. b , kwantificering van geactiveerde PVIN’s (colocalisatie met c-fos) van SNI (bovenste) en Sham-muizen (onderste) met blauwlichtstimulatie (p = 0,0006, F = 14,10 voor SNI; p = 0,7372, F = 0,43 voor schijnvertoning). c , C-fos expressie en colocalisatie (pijlen) met CaMKIIα in laag 5 van de prelimbische mPFC van SNI-muizen zonder (bovenste panelen) en met (onderste panelen) gele lichtremming van de BLA-oorsprong Arch3 .0-eYFP-terminals die de mPFC uitdrukken. d , kwantificering van geactiveerde PN’s (colocalisatie met c-fos) in de mPFC met remming van geel licht van BLA-ingangen (p = 0.0017, F = 15.7). Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± SEM. Eenwegs variantieanalyse (ANOVA) met Bonferroni-correctie voor test met meerdere vergelijkingen werd gebruikt voor zowel ( b ) als ( d ). Getallen tussen haakjes geven het aantal muizen aan tussen b en d . Weegschalen, 20 μm. PrL: prelimbic, IL: infralimbic.

aanvullende figuur 6 Optogenetische manipulatie van BLA-PFC-ingangen heeft geen invloed op angstgedrag bij SNI-muizen.

a , aantal kruisingen in schijn- en SNI-muizen na gemedieerde ChR2 (blauw licht) activering van BLA-ingangen in de mPFC (p = 0,1048, F = 2,82). b , verhouding van tijd doorgebracht in de periferie en het midden van het open veld na stimulering van blauw licht (p = 0,0134, F = 0,014). c , aantal kruisingen in schijn- en SNI-muizen na Arch3.0 gemedieerde (geel licht) remming van BLA-invoer in de mPFC (p = 0,6988, F = 0,4825). d , verhouding van tijd doorgebracht in de periferie en het midden van het open veld na stimulering van geel licht (p = 0,0046, F = 6,278). Zenuwletsel verminderde de tijd doorgebracht in het centrum, wat reflecteert op verhoogde angst van SNI muizen, maar dit effect werd niet veranderd door optogenetische manipulatie ( b en d ). Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± SEM. * P a-d ). Getallen tussen haakjes geven het aantal muizen aan voor alle panelen.

Aanvullende figuur 7 Circuitprojectie van de prelimbische mPFC naar PAG-subregio’s.

a , AAV-CaMKIIα-ChR2 (H134R) -eYFP-virus werd geïnjecteerd in het prelimbische virus mPFC en YFP fluorescentie werd onderzocht in verschillende PAG-subregio’s. De mPFC projecteert voornamelijk naar de vlPAG (zie hoofdtekst Fig. 3a ) met weinig uitsteeksels op de dmPAG, dlPAG en lPAG (n = 4 muizen). Schaalbalk: 50 μm. dm: dorsomediaal, dl: dorsolateraal, l: lateraal. b , groene retrokralen werden in de vlPAG geïnjecteerd en werden teruggevoerd naar laag 5 van de prelimbische mPFC (zie pijlen, n = 3 muizen). Schaalbalken: 200 μm (links) en 20 μm (rechts). c , AAV9-hEFla-DIO-synaptophysin-mCherry-virus werd geïnjecteerd in het prelimbische gebied van mPFC en Cav2-virus werd geïnjecteerd in de vlPAG (links). Synaptophysine-terminals van mPFC innerveren zowel glutamatergische als GABAergische neuronen in de vlPAG gezien vanuit overlapping met CamKIIα- en GAD67-kleuring (zie pijlen, n = 3 mi c e) (rechts). Schaalbalk: 20 μm.

aanvullende figuur 8 blauw lichtactivering van de infralimbische mPFC verandert de nociceptieve reacties niet.

a, b , de drempel voor het terugtrekken van de mechanische poot is aanzienlijk verlaagd in de ipsilaterale poot in vergelijking met de contralaterale zijde in SNI-muizen ( a , **** p b , p = 0.5585, F = 0.721). Bovendien verandert de stimulering van blauw licht van de infralimbische mPFC de nociceptieve responsen niet bij SNI ( a ) of Sham-muizen ( b ). Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± SEM. Eenwegs variantieanalyse (ANOVA) met Bonferroni-correctie voor test met meerdere vergelijkingen voor ( a ) en ( b ). Getallen tussen haakjes geven het aantal muizen aan voor alle panelen. ns: niet significant.

aanvullende figuur 9 effecten van optogenetische manipulatie van het mPFC – vlPAG-circuit op c-fos-expressie in de vlPAG van SNI-muizen.

a, b , colocalisatie (zie pijlen) van c- fos met CaMKIIα ( a , n = 4 muizen) en GAD67 ( b , n = 3 muizen voor geen licht en n = 4 muizen voor blauw licht) in de vlPAG zonder (bovenste paneel) en met (onderste paneel) blauwe lichtstimulatie van mPFC-ingangen. Schaalbalk: 20 μm. c, d , Kwantificering voor het percentage geactiveerd glutamatergisch ( c , p = 0.0106, t = 3.654) en GABAergic ( d , p = 0.0205, t = 3.334) neuronen in de vlPAG na ChR2-activering. Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± SEM. Een tweezijdige niet-gepaarde t -test werd gebruikt voor ( c ) en ( d ). Getallen tussen haakjes geven het aantal muizen aan voor c en d.

Aanvullende figuur 10 Effect van optogenetische manipulatie van het BLA-mPFC-circuit op de expressie van c-fos in de vlPAG van SNI-muizen.

a , b , C-fos expressie en colocalisatie (pijlen) met CaMKIIα in de vlPAG zonder ( a , n = 3 muizen) en met ( b , n = 4 muizen) manipulatie van geel licht van het BLA-mPFC-circuit. Weegschaal, 20 μm. c , kwantificering van het percentage geactiveerde glutamatergische neuronen (p = 0,0235, t = 3.220). Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelden ± SEM. Tweezijdige ongepaarde t- -test werd gebruikt voor ( c ). Getallen tussen haakjes geven het aantal muizen aan voor c.

Aanvullende figuur 11 Voorgesteld mechanisme voor signaalverwerking in de vlPAG.

a , b , Bath-toepassing van de GABA B receptoragonist baclofen (20-30 μM) induceerde consistent een uitgaande stroom in spanningsklemopnamen van GABA-neuronen in de vlPAG ( a , p = 0.0010, t = 5.441) en een afname van de weerstand van de membraaninvoer ( b , p = 0.0157, t = 3.335). c , representatief spoor van een stroomklemopname van GABA-neuronen in de vlPAG waaruit blijkt dat toepassing van baclofen membraanhyperpolarisatie veroorzaakte. d , een voorgesteld model van mogelijke signaalverwerking in de vlPAG. Blauwlichtstimulatie van ChR2 die mPFC-vlPAG-glutamatergische projecties tot expressie brengt, leidt tot verhoogde activiteit van glutamatergische projectie-neuronen in de vlPAG, waardoor glutamatergische output wordt gestimuleerd. De veronderstelde eerste orde GABA-neuronen ontvangen ook directe door licht opgewekte glutamatergische synaptische input. De GABA-neuronen van de eerste orde kunnen GABA-neuronen van de tweede orde via GABA B -receptorgemedieerde volumetransmissie remmen, hetgeen leidt tot een algehele afname van c-fos-expressie in GABA-neuronen van de vlPAG en verminderde GABAergische output naar de LC en RVM veroorzaken daarom analgesie. Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelden ± SEM. Een t -test met twee staarten werd gebruikt voor a en b , met getallen tussen haakjes die het aantal cellen weergeven. GABAN: GABA-neuronen. GABA-b R: GABA B receptor.

Aanvullende figuur 12 GCaMP6f-tdTomato-gelabelde neuronen in de vlPAG, en in kaart brengen van vlPAG – LC en vlPAG – RVM projecties.

a , Schematische weergave van de configuratie voor in vivo vezelfotometrie om calciumsignalen in de vlPAG op te nemen met geellichtremming van het BLA-mPFC-circuit. b , Cre-afhankelijke labeling van GABA-neuronen in de vlPAG die een bicystronic AAV-GCaMP6f-tdTomato-construct (n = 4 muizen) tot expressie brengt, schaalbalk: 50μm. c , Retrograde tracing van vlPAG-LC projecties. CTB488 werd geïnjecteerd in de LC en colocalisatie (pijlen) van CTB488 (groen) met tdTomato-gelabelde (rood) GABAergic neuronen in de vlPAG van GAD2-cre :: Ai9 (tdTomato) muizen werd geanalyseerd (bovenste rij) (n = 3 muizen) ). Evenzo werd colocalisatie van CTB488 met tdTomato-gelabelde glutamatergische neuronen in de vlPAG van Vglut2 cre :: Ai9 (tdTomato) muizen getest (onderste rij) (n = 6 muizen). De schaalbalk voor het LC-beeld is 500 μm en de anderen zijn 50 μm. d , Retrograde traceren van vlPAG-RVM-projecties. CTB488 werd geïnjecteerd in de RVM en colocalisatie (pijlen) van CTB488 met tdTomato-gelabelde GABAergic neuronen in de vlPAG van GAD2-cre :: Ai9 (tdTomato) muizen werd onderzocht (bovenste rij) (n = 4 muizen), evenals colocalisatie van CTB488 met tdTomato-gelabelde glutamatergische neuronen in de vlPAG van Vglut2 cre :: Ai9 (tdTomato) muizen (onderste rij) (n = 3 muizen). De schaalbalk voor de LC- en RVM-afbeelding is 500 μm en de andere zijn 50 μm.

Aanvullende figuur 13 Gebrek aan effect van intrathecale afgifte van noradrenerge en serotoninerge receptorantagonisten op de drempel voor mechanische pootafname in SNI-muizen.

Drempels voor pootafname in SNI-muizen na intrathecale afgifte van de 5-HT 3 -antagonist Ondansetron (p = 0.3419, t = 1.019), de 5HT 1/2 -antagonist Metergoline (p = 0.5851, t = 0.5721 ) of de noradrenerge a 2A / B antagonist BRL-44408 (p = 0,3775, t = 0,9420). Merk op dat deze antagonisten mechanische overgevoeligheid niet verder verergeren, vermoedelijk omdat afnemende noradrenerge en serotonerge modulatie al is verzwakt in SNI-muizen. Metergoline en BRL-44408 daarentegen voorkomen optogenetisch geïnduceerde analgesie (zie Fig. 5f ). Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± SEM. Een tweezijdige niet-gepaarde t -test werd gebruikt voor alle vergelijkingen tussen vehikel en medicijn. Getallen tussen haakjes geven het aantal muizen weer.

aanvullende figuur 14 Kwantificering van neuronaal verlies in de LC na intrathecale injectie van DSP4.

a, b , immunokleuring voor TH-positieve neuronen in de linker en rechter LC na intrathecale (L5) afgifte van PBS of DSP4 (n = 4 muizen voor beide groepen), schaalbalk: 50 μm. c , kwantificering van het gemiddelde aantal TH-positieve neuronen in de LC (p = 0,0001, F = 17). Het onvolledige neuronale verlies wordt verwacht omdat de LC niet alleen naar het lumbale gebied projecteert. Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelden ± SEM. Eenzijdige variantieanalyse (ANOVA) met Bonferroni’s correctie voor meerdere vergelijkingen werd gebruikt voor ( c ). Getallen tussen haakjes geven het aantal muizen in c weer. L: links, R: rechts, LC: locus coeruleus.

Aanvullende figuur 15 Model met een samenvatting van de belangrijkste experimentele bevindingen.

Boven: Cartoon met vermoedelijke stijgende en dalende paden die linken naar het BLA-mPFC-PAG-circuit beschreven in dit manuscript. Stippellijnen geven projecties aan die niet expliciet in dit onderzoek zijn onderzocht. We veronderstellen dat na perifere zenuwbeschadiging oplopende projecties van het ruggenmerg via de parabrachiale kern (PBN) pijnsignalen naar de BLA sturen. Verhoogde invoer van amygdala-projectie-neuronen in PVIN’s van de mPFC leiden tot verbeterde feedforward-remming van pyramidale neuronen van mPFC Layer 5, wat leidt tot hypoactiviteit en dus verminderde invoer in de vlPAG. Dit leidt op zijn beurt tot verminderde noradrenerge of serotonerge dalende modulatie van wervelkolomcircuits, mogelijk via de LC of RVM. Optogenetische remming van BLA-mPFC-projecties keert dit proces om, wat leidt tot pijnverlichting. Onder: alternatieve weergave van het schema weergegeven in het bovenste paneel.

Aanvullende informatie

Over dit artikel

Controleer munt en authenticiteit via Crossmark img> div> div> div> div> section>                                                                                                 Div>
Lees Meer